Herzbildgebung in der Maus  
Experimentelle Details
 

 

 
Transversaler Schnitt
 
  Um Aussagen über die Herzmorphologie transgener Tiermodelle zu machen und daraus abgeleitete funktionelle Parameter zu erhalten, haben wir ein Standardprotokoll für unser System etabliert, das möglichst schnelle Messungen von hoher Qualität erlaubt. Mittlerweile ist es möglich, in weniger als einer Stunde sämtliche Messungen an einer Maus durchzuführen, die zur Ermittlung von Größen wie z.B. Herzzeitvolumen, Ejektionsfraktion, enddiastolischem bzw. –systolischen Ventrikelvolumen, linksventrikulärer Masse oder Wanddicken notwendig sind.

Anästhesie: Die Narkotisierung der Maus im Magneten erfolgt über eine Inhalationsmaske mit Isofluran (1.5% in Luft, siehe Hardware). Hierfür wurde ein klinisches Gerät umgebaut, um die geringen Flüsse, die für die Anästhesie der Maus notwendig sind (ca. 75 ml/min), akkurat einstellen zu können. Eine Injektionsnarkose (z.B. Hypnorm/Diazepam) verbietet sich sowohl aufgrund der schlechten Steuerbarkeit der Narkose als auch wegen der kardio- und atemdepressiven Nebenwirkungen dieser Pharmaka. Mit der beschriebenen Inhalationsnarkose lassen sich demgegenüber physiologische Werte von ~600 min-1 für die Herz- bzw. ~100 min-1 für die Atemfrequenz über einen Zeitraum von mehr als einer Stunde aufrechterhalten und damit zuverlässige Aussagen über die Herzfunktion gewinnen.

Temperierung: Eine weitere wichtige Voraussetzung ist, daß die Körpertemperatur der Maus während der gesamten Messung bei 37 °C gehalten wird. Da aus offensichtlichen Gründen keine Heizspulen in den Magneten eingeführt werden können, läßt sich dies nur durch ein an einen Umwälzthermostaten gekoppeltes Zirkulationssystem realisieren. Für Pulssequenzen, die keine extreme Erhitzung des Gradientensystems bewirken, läßt sich die Temperierung mit Hilfe des der Gradientenkühlung dienenden Thermostaten (Haake UKW 45) bewerkstelligen. Für die anderen Fälle mußten wir aus sterischen Gründen (Ø Animal Handling System = 3 cm) ein System entwickeln, das spezielle Profilschläuche verwendet (Sohlenbreite 8 mm), die eine extrem hohe Wärmeübertragung gewährleisten. Das hierdurch bei der Bildgebung entstehende Wassersignal kann durch ein Sättigungsmodul unterdrückt werden. Während der Messung wird die Körpertemperatur der Maus mit einem rektal eingeführten Thermoelement (Pt10Rh-Pt) überwacht.

EKG- und Respirationstriggerung: Um Bilder zu definierten Zeitpunkten des Herzzyklus aufzunehmen, ist eine Triggerung der Bildgebungssequenz (FLASH, Fast Low Angle Shot) an das Elektrokardiogramm (EKG) notwendig. Hierfür wird das EKG der Maus über die Vorder- und Hinterpfoten abgeleitet. Zusätzlich wird über einen Drucksensor die Respiration der Maus erfaßt, um Artefakte durch die Bewegung des Brustkorbs zu unterdrücken. Beide Signale werden über ein speziell zur Erfassung von Respirations- und EKG-Signalen konstruiertes Gerät (SA Instruments M 1025) verarbeitet, das die Datenakquisition auf den QRS-Komplex sowie auf die Ausatmungsphase triggert. Innerhalb eines Herzzyklus werden 15-20 Bilder aufgenommen, so daß bei einer Herzfrequenz von ca. 600 min-1 eine Zeitauflösung von 5-7 ms resultiert. Mit einem FOV von 3x3 cm2 und einer Matrixgröße von 256x256 ergibt sich eine in-plane-Auflösung von 117x117 µm (bei einer Schichtdicke von 1 mm). Diese zeitliche bzw. räumliche Auflösung ist zur routinemäßigen Ermittlung der funktionellen Herzparameter vollkommen ausreichend (vgl. nebenstehende Movies).

Orthostase: Um auszuschließen, daß die vertikale Lage der Maus innerhalb des Magneten während der Messung einen Einfluß auf die physiologischen Meßparameter hat, haben wir mit Hilfe eines Millar-Tip-Katheters (1.4 F) unter Isofluran-Narkose die hämodynamischen und kontraktilen Parameter in vertikaler und horizontaler Lage verglichen. Dabei zeigten sich keine wesentlichen Veränderungen, so daß die vertikale Positionierung der Maus keinen Einfluß auf die Meßergebnisse hat.


 

 
Coronaler Schnitt

Während die Bildgebungsdaten über die im folgenden Abschnitt beschriebene Auswertung eine Vielzahl an Größen zur Charakterisierung der Herzfunktion liefern, kann man ohne apparativen Umbau zusätzlich Information zur Energetik des Herzens erhalten. Dazu werden in vivo räumlich aufgelöste 31P-NMR Spektren des Mäuseherzens aufgenommen, die eine Einschätzung des Energiehaushalts über die Phosphokreatin- und ATP-Signale erlauben. Eine genauere Beschreibung dieser Methode finden Sie unter "Energetik" im Abschnitt 'In vivo 2D-Mapping des Energiestatus'.

 
 
 
Auswertung der MR-Daten
 
 
Die nach der Messung auszuwertetenden Datensätze bestehen aus einem Coronal- sowie aus mehreren (gewöhnlich 6-8) Transversalschnitten des linken Ventrikels (LV). Während der Coronalschnitt (c1, siehe Abbildung) nur der Korrektur der Herzspitzenschicht dient (für nähere Informationen siehe hier), kann aus den Transversalschnitten (t1-t7) das LV-Volumen rekonstruiert werden. Wie der Abbildung zu entnehmen ist, wird der linke Ventrikel in kontinuierliche, tomographische Schnitte von 1 mm Dicke zerlegt, deren Teilvolumina jeweils ermittelt und anschließend addiert werden.
Für jede Schicht liefert die Messung 15-20 Bilder (sogenannte Frames), die den gesamten Herzzyklus abdecken und somit die Volumenberechnung für jeden beliebigen Zeitpunkt ermöglichen. Für die Bestimmung der funktionellen Herzparameter sind für uns aber lediglich enddiastolisches und endsystolisches Volumen von Interesse, aus denen sich (fast) alle anderen Größen berechnen lassen. Durch die Wahl des Triggerzeitpunktes im EKG entspricht der erste Frame jeder Schicht automatisch der Enddiastole, während die Endsystole dem Zeitpunkt zuzuordnen ist, in dem die endokardiale Fläche am geringsten ist (maximale Kontraktion).
  In den enddiastolischen bzw. endsystolischen Frames aller Schichten werden die endokardialen Flächen des linken Ventrikels planimetrisch bestimmt (rote Markierung im linken Bild), die durch Multiplikation mit der Schichtdicke die jeweiligen Teilvolumina ergeben. Durch Summation über alle Schichten lassen sich daraus enddiastolisches (EDV) und endsystolisches (ESV) Volumen bestimmen. Die Differenz dieser beiden Größen, das Schlagvolumen (SV), gibt an, welche Blutmenge über die Aorta während eines Herzzyklus' in die Peripherie gepumpt wird. Da SV auch vom gesamten LV-Volumen abhängt, ist die Ejektionsfraktion (EF), bei der SV auf EDV bezogen wird, eine verläßlichere Größe. Möchte man die vom Herzen geförderte Blutmenge pro Zeiteinheit wissen, so multipliziert man SV mit der Herzfrequenz (HF), die während der Messung protokolliert wird, und erhält das sogenannte Herzzeitvolumen (HZV). Für die Berechnung der LV-Masse benötigen wir das Gesamtvolumen des linken Ventrikels, das durch Bestimmung der Außenfläche im enddiastolischen Bild (grüne Markierung) rekonstruiert wird. Die Differenz zwischen Außen- und Innenvolumen des linken Ventrikels ergibt das reine Myokardvolumen, aus dem sich dessen Masse ermitteln läßt.
Die Wanddicke läßt sich an beliebig vielen Stellen vermessen, so daß eine zuverlässige Aussage mit endlich vielen Meßwerten nur schwer zu treffen ist. Neben der Angabe der Septumdicke als Mittelwert dreier repräsentativer Längenmessung der interventrikulären Wand verwenden wir daher zusätzlich eine Methode, um eine über die gesamte Schicht gemittelte Wanddicke zu ermitteln.

Wie aus der nebenstehenden Abbildung ersichtlich geht man hier davon aus, daß sich im Mittel sowohl endo- als auch epikardiale Fläche des linken Ventrikels durch Kreise annähern lassen, deren Radiendifferenz dann ein Maß für durchschnittliche Wanddicke ist. Zu beachten ist dabei, daß bei Messung der Innenfläche die Papillarmuskeln mit eingeschlossen werden, während sie für die Volumenberechnung zum Myokard und daher nicht zur endokardialen Fläche gezählt werden.

 
 
In der nebenstehenden Tabelle sind die wichtigsten funktionellen Größen, die bei unseren MR-Messungen am Mäuseherzen erhoben werden, noch einmal zusammengefaßt.

Die typischen Werte für Mäuse, die in der rechten Spalte angegeben sind, beziehen sich auf Wildtyp-Mäuse des C57BL/6-Stammes.

 
 
 
Myokardinfarkt
 
 
  Die Stärke der MR-Methode zeigt sich insbesondere dann, wenn repetitive Messungen am selben Tier zur Darstellung eines Krankheitsverlaufs erforderlich sind. Dies läßt sich eindrucksvoll am Bespiel eines experimentellen Myokardinfarkts belegen.

In Zusammenarbeit mit der Arbeitsgruppe von Prof. Dr. H. Drexler (MHH Hannover; Kardiologie und Angiologie) haben wir konsekutive Untersuchungen an infarzierten Mäusen durchgeführt. Der Myokardinfarkt wurde durch das Abbinden der LAD (left anterior descending coronary artery) am offenen Thorax unter Isofluran-Narkose ausgelöst. Transversale Schnittbilder einer Maus vor LAD-Legierung (A) und eine (B), zwei (C) und vier (D) Wochen nach Induktion des Infarkts belegen, daß sich die Folgen des Myokardinfarkts über sukzessive MRI-Messungen verfolgen lassen, wobei über Betrachtung der vollständigen Cine-Sequenz zusätzlich die Möglichkeit besteht, die dynamischen Veränderungen der Herzaktion zu verfolgen.

Es ist klar zu erkennen, daß das anfangs normale Herz nach dem Infarkt von Woche zu Woche stärker "ausleiert" (dilatiert). Des weiteren sieht man deutlich, daß in dem Bereich des Herzens, in dem die LAD abgebunden worden ist, die Wand der Herzkammer extrem ausgedünnt ist (rechts unten). Darüber hinaus zeigen die dynamischen Bilder, daß während der Systole fast keine Kontraktion des Herzmuskels mehr erfolgt (vgl. links oben am gesunden Herzen), was zu einer stark reduzierten Ejektionsfraktion von weniger als 20 % führt. Erstaunlicherweise kletterten die Tiere nach den Untersuchungen trotz dieser massiven Einschränkung der Herzfunktion ohne offensichtliche Behinderung in ihren Käfigen umher.

 
 
 
Eigene Arbeiten zur Herzbildgebung
 
 
Eine vollständige Übersicht über die in den letzten Jahren von uns publizierten Arbeiten finden Sie hier. Die Literaturstellen sind verlinkt mit den PubMed-Abstracts der National Library of Medicine. Wenn Sie Interesse an einer dieser Arbeiten und keinen Online-Zugang zu der entsprechenden Zeitschrift haben, senden Sie uns eine Email, damit wir Ihnen eine PDF-Datei zukommen lassen können.

 

Methodische Arbeiten
 
Bönner F, Jacoby C, Temme S, Borg N, Ding Z, Schrader J, Flögel U.
Multifunctional MR monitoring of the healing process after myocardial infarction.
Basic Res Cardiol. 2014; 109: 430.
 
Borst O, Ochmann C, Schönberger T, Jacoby C, Stellos K, Seizer P, Flögel U, Lang F, Gawaz M.
Methods employed for induction and analysis of experimental myocardial infarction in mice.
Cell Physiol Biochem. 2011; 28: 1-12.
 
Flögel U, Ding Z, Hardung H, Jander S, Reichmann G, Jacoby C, Schubert R, Schrader J.
In vivo monitoring of inflammation after cardiac and cerebral ischemia by fluorine magnetic resonance imaging.
Circulation. 2008; 118: 140-48.
 
Flögel U, Jacoby C, Gödecke A, Schrader J.
In vivo 2D mapping of impaired murine cardiac energetics in NO-induced heart failure.
Magn Reson Med. 2007; 57: 50-8.

 

Jacoby C, Molojavyi A, Flögel U, Merx MW, Ding Z, Schrader J.
Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice.
Basic Res Cardiol. 2006; 101: 87-95.
 
Anwendungen
 
Tucci S, Flögel U, Hermann S, Sturm M, Schäfers M, Spiekerkoetter U.
Development and pathomechanisms of cardiomyopathy in very long-chain acyl-CoA dehydrogenase deficient VLCAD(-/-) mice.
Biochim Biophys Acta. 2014; 1842: 677-85.
 
Luedde M, Lutz M, Carter N, Sosna J, Jacoby C, Vucur M, Gautheron J, Roderburg C, Borg N, Reisinger F, Hippe HJ, Linkermann A, Wolf MJ, Rose-John S, Lüllmann-Rauch R, Adam D, Flögel U, Heikenwaelder M, Luedde T, Frey N.
RIP3, a kinase promoting necroptotic cell death, mediates adverse remodeling after myocardial infarction.
Cardiovasc Res. 2014; 103: 206-16.
 
Bönner F, Borg N, Jacoby C, Temme S, Ding Z, Flögel U, Schrader J.
Ecto-5'-nucleotidase on immune cells protects from adverse cardiac remodeling.
Circ Res. 2013; 113: 301-12.
 
Flögel U, Su S, Kreideweiß I, Ding Z, Galbarz L, Fu J, Jacoby C, Witzke O, Schrader J.
Noninvasive detection of graft rejection by in vivo 19F MRI in the early stage.
Am J Transplant. 2011; 11: 235-44.
 
Mersmann J, Habeck K, Latsch K, Zimmermann R, Jacoby C, Fischer JW, Hartmann C, Schrader J, Kirschning CJ, Zacharowski K.
Left ventricular dilation in toll-like receptor 2 deficient mice after myocardial ischemia/reperfusion through defective scar formation.
Basic Res Cardiol. 2011; 106: 89-98.
 
Pissarek M, Meyer-Kirchrath J, Hohlfeld T, Vollmar S, Oros-Peusquens AM, Flögel U, Jacoby C, Krügel U, Schramm N.
Targeting murine heart and brain: visualisation conditions for multi-pinhole SPECT with 99mTc- and 123I-labelled probes.
Eur J Nucl Med Mol Imaging. 2009; 36: 1495-509.
 
Luedde M, Flögel U, Knorr M, Grundt C, Hippe HJ, Brors B, Frank D, Haselmann U, Antony C, Voelkers M, Schrader J, Most P, Lemmer B, Katus HA, Frey N.
Decreased contractility due to energy deprivation in a transgenic rat model of hypertrophic cardiomyopathy.
J Mol Med. 2009; 87: 411-22.
 
Meyer-Kirchrath J, Martin M, Schooss C, Jacoby C, Flögel U, Marzoll A, Fischer J, Schrader J, Schrör K, Hohlfeld T
Overexpression of prostaglandin EP3 receptors activates calcineurin and promotes hypertrophy in the murine heart.
Cardiovasc Res. 2009; 81: 310-8.
 
Levkau B, Schäfers M, Wohlschlaeger J, von Wnuck Lipinski K, Keul P, Hermann S, Kawaguchi N, Kirchhof P, Fabritz L, Stypmann J, Stegger L, Flögel U, Schrader J, Fischer J, Hsieh P, Ou YL, Mehrhof F, Tiemann K, Ghanem A, Matus M, Neumann J, Heusch G, Schmid KW, Conway EM, Baba HA.
Survivin determines cardiac function by controlling total cardiomyocyte number.
Circulation. 2008; 117: 1583-93.
 
Westermann D, Mersmann J, Melchior A, Freudenberger T, Petrik C, Schaefer L, Lullmann-Rauch R, Lettau O, Jacoby C, Schrader J, Brand-Herrmann SM, Young MF, Schultheiss HP, Levkau B, Baba HA, Unger T, Zacharowski K, Tschope C, Fischer JW.
Biglycan is required for adaptive remodeling after myocardial infarction.
Circulation. 2008; 117: 1269-76.
 
Flögel U, Laussmann T, Gödecke A, Abanador N, Schäfers M, Fingas CD, Metzger S, Levkau B, Jacoby C, Schrader J.
Lack of myoglobin causes a switch in cardiac substrate selection.
Circ Res. 2005; 96: e68-75.
 
Stegger L, Schäfers KP, Flögel U, Livieratos L, Hermann S, Jacoby C, Keul P, Conway EM, Schober O, Schrader J, Levkau B, Schäfers M.
Monitoring left ventricular dilation in mice with PET.
J Nucl Med. 2005; 46: 1516-21.
 
Martin M, Meyer-Kirchrath J, Kaber G, Jacoby C, Flögel U, Schrader J, Ruther U, Schrör K, Hohlfeld T.
Cardiospecific overexpression of the prostaglandin EP3 receptor attenuates ischemia-induced myocardial injury.
Circulation. 2005; 112: 400-6.
 
Limbourg FP, Ringes-Lichtenberg S, Schaefer A, Jacoby C, Mehraein Y, Jager MD, Limbourg A, Fuchs M, Klein G, Ballmaier M, Schlitt HJ, Schrader J, Hilfiker-Kleiner D, Drexler H.
Haematopoietic stem cells improve cardiac function after infarction without permanent cardiac engraftment.
Eur J Heart Fail. 2005; 7: 722-9.
 
Jacoby C, Molojavyi A, Schrader J, Flögel U, Meyer-Kirchrath J, Hohlfeld T.
Cardiac MRI of transgenic mice.
Bruker Spin Report. 2004; 154/155: 49-53.
 
Warskulat U, Flögel U, Jacoby C, Hartwig HG, Thewissen M, Merx MW, Molojavyi A, Heller-Stilb B, Schrader J, Häussinger D.
Taurine transporter knockout depletes muscle taurine levels and results in severe skeletal muscle impairment but leaves cardiac function uncompromised.
FASEB J. 2004; 18: 577-9.
 
Schlieper G, Kim JH, Molojavyi A, Jacoby C, Laussmann T, Flögel U, Gödecke A, Schrader J.
Adaptation of the myoglobin knockout mouse to hypoxic stress.
Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2004; 286: R786-92.
 
Gödecke A, Molojavyi A, Heger J, Flögel U, Ding Z, Jacoby C, Schrader J.
Myoglobin protects the heart from inducible nitric-oxide synthase iNOS-mediated nitrosative stress.
J Biol Chem. 2003; 278: 21761-6.